Un biocapteur électrochimique portable pour la surveillance des métabolites et des nutriments

Nature Biomedical Engineering volume 6, pages 1225–1235 (2022)Citer cet article

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Les biocapteurs portables non invasifs pour la surveillance continue des métabolites dans la sueur peuvent détecter quelques analytes à des concentrations suffisamment élevées, généralement pendant un exercice vigoureux afin de générer une quantité suffisante de biofluide. Nous rapportons ici la conception et les performances d'un biocapteur électrochimique portable pour l'analyse continue, dans la sueur pendant l'exercice physique et au repos, des traces de plusieurs métabolites et nutriments, y compris tous les acides aminés et vitamines essentiels. Le biocapteur se compose d'électrodes de graphène qui peuvent être régénérées à plusieurs reprises in situ, fonctionnalisées avec des polymères à empreinte moléculaire de type anticorps spécifiques à un métabolite et des nanoparticules de rapporteurs redox-actives, et intégrées à des modules pour l'induction de la sueur basée sur l'iontophorèse, l'échantillonnage de la sueur microfluidique, le traitement et l'étalonnage du signal et la communication sans fil. Chez des volontaires, le biocapteur a permis le suivi en temps réel de l'apport d'acides aminés et de leurs niveaux lors d'un exercice physique, ainsi que l'évaluation du risque de syndrome métabolique (en corrélant les niveaux d'acides aminés dans le sérum et la sueur). La surveillance des métabolites pour l'identification précoce des conditions de santé anormales pourrait faciliter les applications en nutrition de précision.

Les nutriments circulants sont des indicateurs essentiels de la santé globale et du fonctionnement de l'organisme1. Les acides aminés (AA), issus de l'apport alimentaire et de la synthèse du microbiote intestinal, et influencés par les modes de vie personnels, sont des biomarqueurs importants pour un certain nombre de problèmes de santé (Fig. 1a)2. Les acides aminés à chaîne ramifiée élevée (BCAA), y compris la leucine (Leu), l'isoleucine (Ile) et la valine (Val), sont associés à l'obésité, à la résistance à l'insuline et au risque futur de diabète sucré de type 2 (DT2), de maladies cardiovasculaires (MCV) et de cancer du pancréas3,4,5. Des carences en AA (par exemple, arginine et cystéine) pourraient entraver le système immunitaire en réduisant l'activation des cellules immunitaires6. Le tryptophane (Trp), la tyrosine (Tyr) et la phénylalanine (Phe) sont des précurseurs des neurotransmetteurs de la sérotonine et des catécholamines (dopamine, norépinéphrine et épinéphrine), respectivement, et jouent un rôle important dans le fonctionnement des systèmes neuronaux complexes et de la santé mentale7,8. Un certain nombre d'empreintes métaboliques (dont Leu, Phe et vitamine D) sont liées à la gravité de la maladie à coronavirus 2019 (COVID-19)9,10. Les disparités en matière de santé en matière de nutrition sont également bien corrélées aux disparités raciales et ethniques alarmantes qui sont aggravées par la vulnérabilité et la mortalité au COVID-1911. De plus, le dysfonctionnement des organes et des tissus induit par le coronavirus 2 du syndrome respiratoire aigu sévère pourrait entraîner une augmentation de l'incidence des maladies cardiométaboliques12.

a, Les nutriments circulants tels que les AA sont associés à diverses conditions physiologiques et métaboliques. b, Schéma du « NutriTrek » portable qui permet la surveillance métabolique grâce à une fusion synergique de LEG, de RAR et d'anticorps artificiels. c, d, Schéma (c) et assemblage de couches (d) du patch microfluidique 'NutriTrek' pour l'induction de la sueur, l'échantillonnage et la biodétection. T, température. e,f, Images d'un patch de capteur flexible (e) et d'un système portable à interface cutanée (f). Barres d'échelle, 5 mm (e) et 2 cm (f). g, schéma fonctionnel du système électronique de « NutriTrek ». Les modules entourés de tirets rouges sont inclus dans la version smartwatch. CPU, unité centrale de traitement ; POT, potentiométrie ; In-Amp, amplificateur d'instrumentation ; MCU, microcontrôleur ; TIA, amplificateur trans-impédance ; IP, iontophorèse ; CE, contre-électrode ; RE, électrode de référence ; WE, électrode de travail. h, Application mobile personnalisée pour un suivi métabolique et nutritionnel en temps réel. i, smartwatch 'NutriTrek' avec un patch capteur jetable et un affichage électrophorétique. Barres d'échelle, 1 cm (en haut) et 5 cm (en bas).

Le profilage et la surveillance métaboliques sont une approche clé pour permettre une nutrition et une médecine de précision13. Les références actuelles en matière d'évaluation médicale et de tests métaboliques reposent fortement sur des analyses de sang invasives et épisodiques, nécessitant souvent des visites physiques dans des établissements médicaux, le traitement et le stockage d'échantillons à forte intensité de main-d'œuvre et une instrumentation délicate (par exemple, chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse (GC-MS))14. Alors que la pandémie actuelle de COVID-19 reste incontrôlée dans le monde, il est urgent de développer des capteurs portables et de télémédecine pour surveiller l'état de santé d'un individu et permettre une intervention rapide à domicile et dans la communauté15,16,17,18,19,20,21,22,23 ; il est également de plus en plus important de surveiller l'état de santé cardiométabolique et nutritionnel à long terme d'une personne après la guérison d'une infection COVID-19 grave à l'aide de dispositifs portables pour détecter les premiers signes de complications endocrinologiques potentielles telles que le DT212.

La sueur est un fluide corporel important contenant une multitude de produits chimiques reflétant les conditions nutritionnelles et métaboliques24,25,26,27. La progression des analyses de sang vers les analyses de sueur portables pourrait offrir un grand potentiel pour la surveillance continue non invasive des biomarqueurs physiologiques essentiels à la santé humaine28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38. Cependant, les capteurs électrochimiques portables actuellement rapportés se concentrent principalement sur un nombre limité d'analytes, y compris les électrolytes, le glucose et le lactate, en raison de l'absence d'une stratégie de surveillance continue appropriée au-delà des électrodes sélectives d'ions et enzymatiques ou de l'oxydation directe des molécules électroactives25,26,27,34,35,36,37,38,39,40. Ainsi, la plupart des nutriments et métabolites cliniquement pertinents dans la sueur sont rarement explorés et indétectables par les technologies de détection portables existantes. De plus, les biocapteurs portables actuels nécessitent généralement un exercice vigoureux pour accéder à la sueur ; bien que quelques rapports récents utilisent l'iontophorèse à base de gel de pilocarpine pour l'échantillonnage de la sueur sédentaire22,30,36, cette approche souffre de courtes périodes de transpiration et d'une faible précision de détection en raison du mélange de la sueur et du gel liquide et du manque d'échantillonnage dynamique de la sueur.

Dans cet article, nous présentons une stratégie universelle de biodétection portable basée sur une combinaison judicieuse de graphène gravé au laser (LEG) pouvant être produit en masse, de nanorapporteurs redox-actifs (RAR) synthétisés électrochimiquement et d'anticorps artificiels à base de polymère à empreinte moléculaire (MIP), ainsi que de technologies uniques de régénération et d'étalonnage in situ (Fig. 1b). Contrairement aux capteurs de bio-affinité basés sur des anticorps ou des MIP classiques, qui sont généralement à usage unique et nécessitent plusieurs étapes de lavage pour transduire les interactions de bio-affinité dans des solutions ioniques standard, cette approche permet la démonstration d'une surveillance sensible, sélective et continue d'un large éventail de biomarqueurs à l'état de traces dans les biofluides, y compris les neuf AA essentiels ainsi que les vitamines, les métabolites et les lipides couramment présents dans la sueur humaine (tableau supplémentaire 1). L'intégration transparente de cette approche unique avec le traitement du signal in situ et la communication sans fil conduit à une puissante technologie portable de détection de la sueur «NutriTrek» qui est capable d'effectuer une surveillance métabolique et nutritionnelle personnalisée et non invasive en vue d'une intervention rapide (Fig. 1b). L'incorporation de l'induction de la sueur basée sur l'ionophorèse au carbachol et d'un échantillonnage efficace de la sueur environnante basée sur la microfluidique permet une analyse moléculaire autonome et continue prolongée avec une résolution et une précision temporelles élevées pour toutes les activités, pendant l'exercice physique et au repos. En utilisant cinq AA essentiels ou conditionnellement essentiels (c'est-à-dire Trp, Try et trois BCAA (Leu, Ile et Val)) comme nutriments exemplaires, nous avons corroboré le système dans plusieurs essais sur l'homme en inscrivant à la fois des sujets sains et des patients à une surveillance personnalisée de la fatigue centrale, des apports alimentaires standard, de l'état nutritionnel, des risques de syndrome métabolique et de la gravité du COVID-19.

Le patch de capteur flexible et jetable se compose de deux électrodes d'ionophorèse chargées de carbachol, d'un module microfluidique à entrées multiples, d'un réseau de capteurs de nutriments MIP multiplexés, d'un capteur de température et d'un capteur d'électrolyte (Fig. 1c – f et Supplémentaire Fig. 1). Toutes les conceptions d'électrodes et de capteurs flexibles sont basées sur le LEG, qui a une grande surface, possède d'excellentes propriétés électrochimiques et peut être produit à grande échelle directement sur un substrat de polyimide (PI) via une gravure au laser CO2 (Fig. 2 supplémentaire). Le patch de capteur peut être facilement attaché à la peau avec un contact conforme et des interfaces avec un module électronique miniaturisé pour le contrôle de l'ionophorèse à la demande, le traitement du signal in situ et la communication sans fil avec les interfaces utilisateur via Bluetooth (Fig. 1g et Fig. 3 et 4 supplémentaires). Une application mobile personnalisée "NutriTrek" a été développée pour traiter, afficher et stocker les informations métaboliques dynamiques surveillées par les capteurs portables (Fig. 1h et vidéo supplémentaire 1). Le système portable a également été intégré dans une montre intelligente avec un affichage papier électronique (Fig. 1i et Fig. 5 supplémentaire).

La détection universelle des AA et d'autres métabolites/nutriments avec une sensibilité et une sélectivité élevées a été obtenue grâce à une conception soignée de la couche MIP de liaison sélective sur le LEG. Les MIP sont des récepteurs synthétisés chimiquement formés en polymérisant des monomères fonctionnels avec des molécules matrices. Bien que la technologie MIP ait été proposée pour la détection, la séparation et le diagnostic42,43, elle n'a pas encore été démontrée pour la détection portable continue car les capteurs MIP classiques nécessitent des étapes de lavage pour la régénération du capteur et la détection est généralement effectuée dans des solutions tampons ou redox standard. Dans notre cas, le monomère fonctionnel (par exemple, le pyrrole) et l'agent de réticulation (par exemple, l'APBA) forment initialement un complexe avec la molécule cible ; après polymérisation, leurs groupes fonctionnels sont intégrés dans la structure polymère sur le LEG ; l'extraction ultérieure des molécules cibles révèle des sites de liaison sur l'électrode LEG-MIP qui sont complémentaires en taille, forme et charge de l'analyte cible (Fig. 6 supplémentaire). Deux stratégies de détection, directe et indirecte, sont conçues sur la base des propriétés électrochimiques des molécules cibles (Fig. 2). Les optimisations et les caractérisations des capteurs LEG – MIP sont détaillées dans la note complémentaire 1 et les figures supplémentaires. 7–13.

a, Détection directe de molécules électroactives à l'aide de capteurs LEG – MIP. b, c, voltammogrammes DPV des capteurs LEG – MIP pour la détection directe de Tyr (b) et Trp (c). Encarts, tracés d'étalonnage avec un ajustement linéaire. ∆J, densité de courant de hauteur de crête. d, détection continue in situ et régénération d'un capteur LEG – MIP Trp dans 50 µM Trp. e, détection moléculaire indirecte à l'aide de capteurs LEG – RAR – MIP. f, voltammogrammes LSV de détection indirecte de Leu avec des capteurs LEG – PBNP – MIP. En médaillon, tracé d'étalonnage avec un ajustement linéaire. g,h, Détection indirecte de tous les AA essentiels (g) et de plusieurs vitamines, lipides et métabolites (h) à l'aide de capteurs LEG-PBNP-MIP. Les lignes pointillées représentent des lignes de tendance à ajustement linéaire. CV, vitamine C ; VB6, vitamine B6 ; VD3, vitamine D3 ; VE, vitamine E. i, Schéma des capteurs multi-MIP AA. j, voltammogrammes LSV d'un capteur multi-MIP LEG pour la quantification des BCAA. En médaillon, tracé d'étalonnage avec un ajustement linéaire. k, Détection continue in situ et régénération d'un capteur LEG – PBNP – MIP Leu dans 50 µM Leu. l, scans CV répétitifs d'une électrode LEG – PBNP dans 0, 1 M KCl. m, voltammogrammes DPV de détection indirecte de Leu avec des capteurs LEG-AQCA-MIP. En médaillon, le tracé de calibration. n, Régénération in situ d'un capteur LEG-AQCA-MIP Leu dans un échantillon de sueur brute. o, Sélectivité des capteurs Trp, Tyr, Leu, Ile, Val et BCAA par rapport aux autres AA. p, Validation des capteurs Tyr, Trp et Leu pour l'analyse d'échantillons bruts de sueur d'exercice (n = 20) par rapport à GC-MS. Toutes les barres d'erreur représentent l'écart type (sd) de trois capteurs.

Pour les molécules électroactives dans la sueur, l'oxydation des molécules cibles liées dans la matrice MIP peut être directement mesurée par voltamétrie différentielle à impulsions (DPV) dans laquelle la hauteur du courant de crête est en corrélation avec la concentration de l'analyte (Fig. 2a). Considérant que plusieurs molécules électroactives peuvent être oxydées à des potentiels similaires, cette approche LEG-MIP aborde à la fois les problèmes de sensibilité et de sélectivité. Par exemple, Tyr et Trp, deux AA avec des potentiels redox proches (~ 0, 7 V), pourraient être détectés sélectivement avec cette stratégie (Fig. 2b, c et Fig. 14 supplémentaire). Des relations linéaires entre les densités de courant de hauteur de pic et les concentrations cibles avec des sensibilités de 0, 63 µA µM −1 cm −2 et 0, 71 µA µM −1 cm −2 respectivement pour les capteurs LEG – MIP Tyr et Trp ont été observées (Fig. 15 supplémentaire). Il convient de noter que les choix des rapports monomère/agent de réticulation/modèle et des périodes d'incubation ont des influences substantielles sur la réponse du capteur, contrairement au volume de l'échantillon (Fig. 10 supplémentaire). Les capteurs Tyr et Trp peuvent être régénérés facilement et de manière répétée in situ sans aucune étape de lavage avec un courant-temps (IT) d'ampérométrie haute tension qui oxyde les cibles liées à leurs potentiels redox (Fig. 2d).

Comme la majorité des métabolites et des nutriments (par exemple, les BCAA) ne sont pas électroactifs et ne peuvent pas être facilement oxydés dans des conditions opérationnelles, nous utilisons ici une approche de détection indirecte impliquant une couche RAR prise en sandwich entre les couches LEG et MIP pour permettre une quantification rapide (Fig. 2e). L'adsorption sélective des molécules cibles sur la couche polymère imprimée diminue l'exposition du RAR à la matrice de l'échantillon. Des techniques voltamétriques à potentiel contrôlé telles que DPV ou voltamétrie à balayage linéaire (LSV) peuvent être appliquées pour mesurer le pic d'oxydation ou de réduction du RAR, où la diminution de la densité de courant de hauteur de pic correspond à une augmentation des niveaux d'analyte. Par exemple, en utilisant des nanoparticules de bleu de Prusse (PBNP) comme RAR (Fig. 11 supplémentaire), nous avons développé un capteur MIP – LEG Leu avec une relation log-linéaire entre la diminution de la hauteur du pic et la concentration de Leu et une sensibilité de 702 nA mm -2 par décennie de concentration (Fig. 2f). Nous avons établi cette approche pour quantifier la gamme physiologiquement pertinente des neuf AA essentiels (c'est-à-dire Leu, Ile, Val, Trp, Phe, histidine (His), lysine (Lys), méthionine (Met) et thréonine (Thr)) (Fig. 2g et Supplémentaire Fig. 16) ainsi qu'un certain nombre de vitamines, métabolites et lipides (vitamines B6, C, D3 et E, glucose, acide urique , créatine, créatinine et cholestérol) (Fig. 2h et Fig. 17 supplémentaire). En plus de ces nutriments et métabolites, cette approche peut être facilement reconfigurée pour permettre la surveillance d'un large éventail de biomarqueurs allant des hormones (par exemple, le cortisol) aux médicaments (par exemple, l'acide mycophénolique, un médicament immunosuppresseur) (Figure 18 supplémentaire et tableaux supplémentaires 2 et 3). La plupart de ces cibles sont indétectables en permanence par toute technologie portable existante. Considérant qu'un niveau total de plusieurs nutriments (par exemple, les BCAA totaux) est souvent un indicateur de santé important, une approche MIP multi-modèle peut être utilisée pour permettre une détection précise et sensible de la concentration totale de plusieurs cibles avec un seul capteur (Fig. 2i, j). Ces capteurs indirects LEG – RAR – MIP peuvent être régénérés in situ en appliquant un potentiel constant à l'électrode de travail, qui repousse les molécules cibles liées de la couche MIP, permettant ainsi une réutilisation prolongée (Fig. 2k).

Les capteurs LEG – MIP montrent des réponses stables lors d'une utilisation répétée : le RAR basé sur le PBNP a montré des signaux redox stables tout au long de 60 balayages répétitifs de voltamétrie cyclique (CV) (Fig. 2l et Fig. 11 supplémentaire) ; des modifications minimes de la production ont été observées tout au long d'une période de stockage de 42 jours (Fig. 19a, b supplémentaires); les capteurs n'ont également montré aucun décalage de signal relatif substantiel lorsqu'ils sont utilisés en continu pendant 5 jours (Fig. 19c supplémentaire). Par rapport aux processus de préparation MIP traditionnels, la couche MIP électrodéposée sur la LEG productible en masse conduit à une reproductibilité élevée en termes de sélectivité, de sensibilité et de cohérence d'un appareil à l'autre (Figs. 20 et 21 supplémentaires). Le choix de LEG comme substrat de dépôt MIP a également montré des avantages en termes de sensibilité du capteur par rapport aux électrodes classiques telles que l'électrode de carbone vitreux, l'électrode de carbone imprimée et l'électrode Au (Fig. 22 supplémentaire). D'autres RAR tels que l'acide anthraquinone-2-carboxylique (AQCA) peuvent également être utilisés pour la détection indirecte de l'AA avec des performances stables (le DPV à balayage négatif a été utilisé ici pour surveiller la réduction de l'AQCA) (Fig. 2m et Supplémentaire Fig. 23). Comme illustré sur la Fig. 2n, les capteurs LEG – AQCA – MIP pourraient être directement régénérés dans un échantillon de sueur humaine brute, résolvant un goulot d'étranglement principal de la biodétection portable. Les capteurs MIP – LEG AA ont une excellente sélectivité pour les autres analytes dans la sueur (y compris les AA avec des structures similaires) à des concentrations physiologiquement pertinentes (Fig. 2o, Fig. 24 supplémentaire et Tableau supplémentaire 3). La technologie LEG – MIP a montré une sensibilité comparable avec le GC – MS44 de laboratoire de référence actuel (Fig. 25 supplémentaire); les mesures du capteur dans des échantillons de sueur humaine brute ont été validées par rapport à GC – MS (Fig. 2p et Fig. 26 et 27 supplémentaires).

Pour permettre une surveillance métabolique et nutritionnelle continue sur le corps, le patch de capteur flexible a été conçu pour comprendre un module d'iontophorèse pour l'induction localisée de la sueur à la demande, un module microfluidique à entrées multiples pour un échantillonnage efficace de la sueur, un réseau de capteurs de nutriments de sueur multiplex LEG – MIP pour l'analyse AA continue et des capteurs de température et d'électrolyte basés sur LEG pour l'étalonnage en temps réel du capteur AA (Fig. 3a). Contrairement à la détection classique des capteurs de bio-affinité dans des solutions tampons ou redox, l'analyse de la sueur in situ pose plus de défis en raison de la composition complexe et variée de la sueur et exige des innovations technologiques pour une détection précise sur le corps. Par exemple, pour la détection directe LEG-MIP Trp, un balayage DPV dans la sueur avant même la reconnaissance cible/MIP pourrait conduire à un pic d'oxydation car une petite quantité de molécules électroactives (par exemple, Trp et Tyr) peut être oxydée à la surface de la couche MIP ; après reconnaissance et liaison de Trp dans les cavités MIP, une hauteur de pic de courant sensiblement plus élevée peut être obtenue ; la mesure de la différence des deux hauteurs de pic permet une mesure plus précise du Trp lié directement dans la sueur avec une sélectivité élevée (Fig. 3b – d). L'influence de la température et de la force ionique sur les capteurs AA peut être calibrée en temps réel sur la base des lectures d'un capteur de température résistant à la contrainte basé sur LEG et d'un capteur Na+ sélectif pour les ions (Fig. 3e et Supplémentaire Fig. 28). Considérant que le taux de sudation pendant l'exercice a été signalé comme influençant certains niveaux de biomarqueurs, nous pourrions utiliser le niveau de sueur Na + (qui a montré une corrélation linéaire avec le taux de sudation) pour calibrer davantage les niveaux de nutriments pour une analyse personnalisée. Cette stratégie de transduction unique impliquant à la fois les scans DPV en deux étapes et les étalonnages de température / électrolyte nous permet d'obtenir une lecture précise en continu de la sueur pendant l'utilisation sur le corps (Fig. 29 supplémentaire).

a, Illustration d'un patch de capteur portable multifonctionnel. ISE, électrode sélective d'ions. b – d, La stratégie d'étalonnage du capteur à deux balayages permettant la détection sélective de Trp in situ en présence de Tyr. ∆I, courant de hauteur de crête ; ∆I′, différence de hauteur maximale causée par la reconnaissance de la cible. Les courbes pleines et en pointillés en c et d représentent des lignes de tendance à ajustement linéaire. e, étalonnage électrolytique de la lecture du capteur AA, avec un ajustement linéaire. f, Schéma d'un prélèvement localisé de sueur basé sur une extraction ionophorétique de la sueur avec des agents muscariniques : pilocarpine et carbachol. g, h, taux de sudation localisés mesurés à partir des zones cutanées stimulées (g) et environnantes (h) après une iontophorèse de 5 minutes avec de la pilocarpine et du carbachol. Les courbes pleines et en pointillés représentent les lignes de tendance à ajustement quadratique. S, sujet. i, Distributions de concentration de Trp simulées numériquement ([Trp]) dans le réservoir microfluidique à 120 s après que le fluide d'entrée est passé de 20 à 80 µM Trp (débit de 1,5 µl min-1) (avec des conceptions variées en nombre d'entrée, angle de portée et orientation d'entrée et de sortie). j, Évaluation sur le corps du patch microfluidique flexible optimisé pour une induction efficace de la sueur iontophorétique à base de carbachol et un échantillonnage environnant au repos. Les horodatages représentent la période (min) après une session d'ionophorèse de 5 minutes. Un colorant noir a été utilisé dans le réservoir pour faciliter la visualisation directe du flux de sueur dans la microfluidique. Barre d'échelle, 3 mm.

Pour rendre cette technologie portable largement applicable, en particulier pour les personnes sédentaires, nous utilisons ici un module d'ionophorèse conçu sur mesure composé de l'anode et de la cathode LEG couplées à des hydrogels contenant de l'agent muscarinique carbachol (carbagel) pour une extraction durable de la sueur. Le carbachol a été sélectionné parmi divers agents muscariniques car il permet la sécrétion de sueur la plus efficace, la plus reproductible et la plus durable de la glande sudoripare environnante en raison de ses effets nicotiniques supplémentaires45 (Fig. 3f – h, Fig. 30 supplémentaire et Note complémentaire 2). En revanche, l'agent induisant la transpiration classique - la pilocarpine - utilisé par le test de sudation standard et les systèmes portables rapportés précédemment n'offre qu'une courte période de transpiration et un taux de transpiration très limité des glandes sudoripares voisines (Fig. 3f – h). En outre, l'échantillonnage du mélange de la sueur qui s'est échappée sous le gel de pilocarpine et le gel fluide pourrait entraîner des erreurs importantes du capteur portable et ne pas fournir d'informations en temps réel en raison de l'absence de rafraîchissement efficace de la sueur. Un très petit courant (50 à 100 µA) est utilisé pour notre module d'ionophorèse, par rapport au 1 à 1,5 mA couramment utilisé (réfs. 22,30,36), ce qui réduit considérablement le risque d'irritation cutanée. Pour maximiser l'efficacité de l'échantillonnage de la sueur à faible volume et améliorer la résolution temporelle de la détection portable, un module microfluidique compact et flexible a été soigneusement conçu pour isoler les zones d'échantillonnage de la sueur des gels d'ionophorèse. Des simulations numériques ont été effectuées pour optimiser la conception géométrique du module microfluidique, y compris le nombre d'entrées, la portée angulaire, l'orientation et la direction de l'écoulement par rapport à la géométrie du réservoir (Fig. 3i, Note complémentaire 3, Fig. 31 et 32 supplémentaires, Vidéo supplémentaire 2 et Tableau supplémentaire 4). Grâce à la conception optimisée pour l'induction et l'échantillonnage de la sueur, la sueur peut être facilement induite localement et facilement échantillonnée avec la microfluidique à entrées multiples sur une période prolongée (Fig. 3g, j, Fig. 33 supplémentaire et Vidéo supplémentaire 3). Aux taux de sudation physiologiques allant de 0,15 µl min−1 à 3 µl min−1, notre patch de capteur portable pourrait fournir une analyse fiable et précise des changements dynamiques des niveaux d'AA (Figs. 34 et 35 supplémentaires).

L'évaluation du système portable a d'abord été réalisée via la détection de la sueur Trp et Tyr chez des sujets humains lors d'un essai d'exercice de cyclisme à charge constante (Fig. 4a – d et Supplémentaire Fig. 36). Les données DPV des capteurs ont été transmises sans fil avec les lectures des capteurs de température et de Na + à l'application mobile qui a extrait automatiquement les pics d'oxydation à l'aide d'un algorithme de correction de base itératif développé sur mesure (Fig. 4e et Fig. 37 supplémentaire) et a effectué un étalonnage pour la quantification précise de la sueur Tyr et Trp. Considérant que les AA (par exemple, Try et BCAA) jouent un rôle crucial dans la fatigue centrale pendant l'exercice physique46, un réseau de capteurs flexibles Trp et BCAA a été utilisé pour surveiller la dynamique des AA pendant un exercice vigoureux (Fig. 4f – j et Supplémentaire Fig. 38). Les niveaux de Trp et de BCAA ont diminué pendant l'exercice en raison de la synthèse de sérotonine et de l'ingestion de BCAA, respectivement. L'augmentation du rapport Trp-to-BCAA de la sueur a été observée, ce qui pourrait potentiellement servir d'indicateur de fatigue centrale, en accord avec un précédent rapport sur son homologue plasmatique46.

a–d, analyse Trp et Tyr continue sur le corps à l'aide d'un réseau de capteurs portables avec des étalonnages de capteurs en temps réel pendant l'exercice de cyclisme. e, Analyse de voltamogramme personnalisée avec une stratégie d'extraction automatique des pics basée sur une procédure d'ajustement polynomial et de coupure. f–j, Analyse dynamique des Trp de la sueur et des BCAA pendant l'exercice physique vers la surveillance centrale de la fatigue. Les lignes pointillées dans h – j représentent les lignes de tendance d'ajustement quadratique. k–o, Analyse dynamique des niveaux d'AA de la sueur avec et sans prise de supplément Trp et Tyr au repos vers un suivi nutritionnel personnalisé.

Données source

Le patch portable intégré à l'ionophorèse permet une surveillance quotidienne continue de l'AA au repos au-delà de l'exercice physique. Comme illustré sur la Fig. 4k–o et les Figs supplémentaires. 39–42, une augmentation des niveaux de Trp et de Tyr dans la sueur a été observée chez les quatre sujets après la prise de suppléments de Trp et de Tyr tandis que les lectures des capteurs sont restées stables pendant les études sans prise. Une telle capacité ouvre la porte à une surveillance et à une gestion nutritionnelles personnalisées grâce à une intervention alimentaire personnalisée guidée par un capteur. Il convient de noter que notre étude pilote a montré que les niveaux de nutriments et d'électrolytes de la sueur étaient indépendants des modifications du taux de sudation au cours de la sueur induite par l'iontophorèse à base de carbachol (Fig. 43 supplémentaire).

Le syndrome métabolique, caractérisé par l'obésité abdominale et la résistance à l'insuline, est désormais en augmentation comme la principale cause de morbidité et de mortalité, affectant plus d'un tiers de tous les adultes aux États-Unis47. Des niveaux élevés de BCAA circulants sont prédictifs de l'obésité insulino-résistante et du syndrome métabolique, et sont liés aux maladies cardiovasculaires et au DT2 (Fig. 5a et note complémentaire 4)3,4, ce qui pourrait entraîner des complications potentielles du COVID-19 sévère (réf. 12). Des études récentes ont montré l'utilisation potentielle de la supplémentation en BCAA comme intervention diététique pour améliorer la résistance à l'insuline48. La surveillance des changements dans les niveaux de nutriments essentiels permet une détection précoce très sensible des risques de syndrome métabolique, permettant une intervention diététique personnalisée efficace (Fig. 5b). Pour explorer l'utilisation des BCAA de la sueur en tant que facteur de risque non invasif du syndrome métabolique, nous avons réalisé une étude pilote pour étudier les corrélations entre les BCAA sériques et de la sueur impliquant trois groupes de sujets : poids normal (I, n = 10), surpoids/obésité (II, n = 7) et obésité avec DT2 (III, n = 3) (Fig. 5c, d). Des coefficients de corrélation de Pearson positifs de 0,66 (n = 65) et 0,69 (n = 65) ont été observés entre les niveaux de sueur et de sérum (tous analysés par les capteurs) de Leu et de BCAA totaux, respectivement (Fig. 5c). Par rapport aux participants en bonne santé du groupe I, des taux de sueur et de Leu sériques substantiellement élevés (analysés par les capteurs) ont été observés dans les groupes II et III (Fig. 5d), ce qui correspond aux rapports précédents selon lesquels des taux de BCAA circulants plus élevés ont été identifiés chez les personnes obèses et T2DM3. Compte tenu du rôle bien établi des BCAA sur la production d'insuline et l'inhibition de la glycogénolyse, nous avons également étudié la réponse post-prandiale de la sueur Leu/BCAA et de la glycémie/insuline après un supplément de BCAA et un apport alimentaire chez des sujets sains (Fig. 5e, f). Tous les biomarqueurs sont restés stables pendant la période de jeûne ; l'apport alimentaire en protéines a entraîné une augmentation à la fois de la glycémie et de l'insuline, tandis que l'apport en BCAA n'a entraîné qu'une augmentation rapide de l'insuline. Dans les deux études, le Leu de la sueur et les BCAA ont d'abord augmenté dans les 30 à 60 minutes, puis ont diminué. Pour les sujets présentant des conditions métaboliques différentes, les niveaux de Leu dans la sueur ionophorétique après BCAA varient différemment : bien qu'une augmentation substantielle des niveaux de Leu dans la sueur ait été observée dans tous les cas, les sujets en bonne santé ont montré une fluctuation drastique du pourcentage et les individus atteints d'obésité/DT2 ont montré une fluctuation émoussée qui peut indiquer le stade métabolique différent de BCAA chez ces individus (Fig. 5g).

a, niveaux élevés de BCAA identifiés chez les personnes obèses et/ou DT2. b, Les associations étroites entre le métabolisme des BCAA et la réponse à l'insuline dans les groupes sains et obèses/T2DM. c, Corrélation des taux totaux de BCAA et de Leu dans le sérum et la sueur obtenus avec les capteurs LEG-MIP (n = 65). Les lignes pointillées représentent des lignes de tendance à ajustement linéaire. d, Boîte à moustaches des niveaux mesurés de Leu dans la sueur et le sérum extraits par iontophorèse dans trois groupes de participants : poids normal (groupe I, n = 10), surpoids ou obésité (groupe II, n = 7) et obésité avec DT2 (groupe III, n = 3), la moustache inférieure représente le minimum, la moustache supérieure représente le maximum et le carré dans la boîte représente la moyenne. e,f, Changements dynamiques de la sueur Leu et des BCAA totaux, des niveaux d'insuline sérique (Ins) et de glycémie (BG) de deux sujets sains avec 5 g de BCAA (e) et un régime protéiné standard (f). g, dynamique de la sueur Leu collectée dans les groupes I à III après un apport de 5 g de BCAA. En médaillon, rapport du taux de Leu à 50 min après prise de BCAA et du taux avant prise. h, Évaluation de Leu comme empreinte métabolique pour la gravité du COVID-19 dans des échantillons de sérum de sujets COVID-19 négatifs (n = 8) et de patients positifs pour COVID-19 (n = 8). Les barres d'erreur représentent le sd de trois mesures.

Données source

Considérant que le Leu élevé circulant a été signalé comme une empreinte métabolique clé pour la gravité du COVID-19, nous avons également évalué nos biocapteurs pour analyser les échantillons de patients atteints de COVID-19 et d'individus en bonne santé ; des niveaux de Leu considérablement élevés ont été identifiés dans les échantillons positifs au COVID-19 par rapport aux échantillons négatifs (415,6 ± 133,7 contre 151,5 ± 36,0 µM), indiquant le grand potentiel de nos biocapteurs pour la surveillance et la gestion du COVID-19 à domicile (Fig. 5h).

Les biomarqueurs métaboliques circulants, tels que les AA et les vitamines, ont été associés à divers problèmes de santé, notamment le diabète et les maladies cardiovasculaires. Le profilage métabolique à l'aide de capteurs portables est devenu de plus en plus crucial dans la nutrition et la médecine de précision, en particulier à l'ère de la pandémie de COVID-19, car il fournit non seulement des informations sur la gravité de la COVID-19, mais également des conseils pour rester en bonne santé métabolique afin de minimiser le risque d'infection potentielle à la COVID-19. Alors que la pandémie reste endémique dans le monde et que les services médicaux réguliers risquent de manquer, il est urgent de développer et d'appliquer des capteurs portables capables de surveiller les conditions de santé via le profilage métabolique pour obtenir un diagnostic à domicile et une intervention rapide via la télémédecine. Cependant, les capteurs électrochimiques portables actuels sont limités à une gamme étroite de cibles de détection en raison du manque de stratégies de détection continue au-delà des électrodes sélectives d'ions et enzymatiques. Bien que divers capteurs basés sur la bio-affinité aient été développés pour détecter un spectre plus large de cibles à l'aide d'anticorps ou de MIP, ils nécessitent généralement plusieurs étapes de lavage ou ne fournissent qu'une seule utilisation ; ces limitations ont entravé leur facilité d'utilisation dans les appareils portables. De plus, la majorité des biocapteurs portables reposent sur un exercice vigoureux pour accéder à la sueur et ne conviennent pas à une utilisation continue quotidienne.

En intégrant des LEG produits en masse, des RAR synthétisés électrochimiquement et des « anticorps artificiels », nous avons démontré une puissante stratégie universelle de biodétection portable qui peut permettre la détection sélective d'un large éventail de biomarqueurs (y compris tous les AA, vitamines, métabolites, lipides, hormones et médicaments essentiels) et une régénération in situ fiable. De plus, pour permettre une surveillance métabolique et nutritionnelle continue et à la demande dans toutes les activités, nous avons intégré le réseau de capteurs LEG – MIP et l'induction de la sueur basée sur l'ionophorèse dans une technologie portable sans fil, avec un échantillonnage de la sueur réflexe microfluidique sudomoteur optimisé à entrées multiples, traitement du signal in situ, étalonnage et communication sans fil. En utilisant cette technologie de télémédecine, nous avons démontré la surveillance portable et continue des réponses AA post-prandiales pour identifier les risques de syndrome métabolique. La forte corrélation entre la sueur et les BCAA sériques suggère que cette technologie est très prometteuse pour une utilisation dans la surveillance du risque de syndrome métabolique. La différence substantielle de Leu entre les échantillons de sang positifs au COVID-19 et négatifs au COVID-19 indique le potentiel d'utilisation de cette technologie pour la gestion du COVID-19 à domicile. Nous envisageons que cette technologie portable pourrait jouer un rôle crucial dans la réalisation d'une nutrition de précision grâce à une surveillance continue des biomarqueurs circulants et permettant une intervention nutritionnelle personnalisée. Cette technologie pourrait également être reconfigurée pour surveiller en continu une variété d'autres biomarqueurs vers un large éventail d'applications préventives, diagnostiques et thérapeutiques personnalisées.

L'acide urique, la l-tyrosine, le nitrate d'argent, le chlorure de fer (III), le chlorhydrate de dopamine, le chlorure de choline, la créatinine, le sel de calcium de l'acide pantothénique, la citrulline, la pyridoxine et l'acide lactique ont été achetés chez Alfa Aesar. Thiosulfate de sodium pentahydraté, bisulfite de sodium, tryptophane, leucine, alanine, isoleucine, méthionine, valine, lysine, chlorhydrate de thiamine, sérine, acide sulfurique, acide chlorhydrique, AQCA, acide 3-aminophénylboronique (APBA), aniline, o-phénylènediamine, bleu de méthylène, thionine, acide 2-(N-morpholino)éthanesulfonique hydraté (MES), éthanol amine, N-(3-diméthyl-aminopropyl)-N′-éthylcarbodiimide (EDC), sel de sodium de N-hydroxysulfosuccinimide (sulfo-NHS), albumine de sérum bovin (BSA), chlorhydrate de tris(hydroxyméthyl)aminométhane (Tris-HCl), conjugué streptavidine-peroxydase (Roche) et hydroquinone ont été achetés auprès de Sigma-Aldrich. Des billes magnétiques modifiées à l'acide carboxylique (MB; Dynabeads, M-270) ont été obtenues auprès d'Invitrogen. Le ferricyanure de potassium et le ferrocyanure de potassium ont été achetés chez Acros Organics. Acide acétique, méthanol, acétate de sodium, chlorure de sodium, dihydrogénophosphate de sodium, chlorure de potassium, hydrogénophosphate de potassium, urée, acide l-ascorbique et dextrose (d-glucose) anhydre, glycine, arginine, inositol, ornithine, acide aspartique, thréonine, histidine, riboflavine, créatine, phénylalanine, acide nicotinique, acide folique, acide glutamique et peroxyde d'hydrogène ( 30 % (p/v)) ont été achetés auprès de Thermo Fisher Scientific. L'anticorps de capture d'insuline et l'anticorps détecteur biotinylé ont été achetés auprès de systèmes R&D (Human/Canine/Porcine Insulin DuoSet ELISA). Les électrodes en carbone sérigraphiées et le support magnétique ont été achetés auprès de Metrohm DropSens. Les adhésifs médicaux ont été achetés auprès de 3 M et Adhesives Research. Les films PI (75 μm d'épaisseur) ont été achetés chez DuPont. Les films PET (12 μm d'épaisseur) ont été achetés chez McMaster-Carr.

Les électrodes LEG ont été fabriquées sur un film PI d'une épaisseur de 75 μm (DuPont) avec une découpe laser CO2 50 W (Universal Laser System). Lors de la gravure du PI avec un découpeur laser CO2, l'énergie laser absorbée est convertie en chaleur locale et conduit ainsi à une température localisée élevée (> 2 500 °C), les liaisons chimiques dans le réseau PI sont rompues et une réorganisation thermique des atomes de carbone se produit, résultant en des feuilles de structures de graphène. Les paramètres optimisés pour les électrodes de graphène et les connexions électroniques étaient la puissance de 8 %, la vitesse de 15 % et les points par pouce (PPI) de 1 000 en mode raster avec balayage à trois reprises. Pour la zone de détection active du capteur de température, les paramètres optimisés étaient la puissance de 3 %, la vitesse de 18 % et le PPI de 1 000 en mode vectoriel avec balayage unique. Pour préparer l'électrode de référence, Ag a d'abord été modifié sur l'électrode de graphène correspondante par électrodéposition multi-courant avec poste de travail électrochimique (CHI 832D) à −0,01 mA pendant 150 s, −0,02 mA pendant 50 s, −0,05 mA pendant 50 s, −0,08 mA pendant 50 s et −0,1 mA pendant 350 s en utilisant une solution de placage contenant 0,25 M de nitrate d'argent, 0,75 M thiosulfate de sodium et bisulfite de sodium 0,5 M. Pour obtenir l'électrode Ag/AgCl, une solution de FeCl3 0,1 M a encore été déposée sur la surface Ag pendant 30 s, puis 3 µl de cocktail de référence de butyral de polyvinyle (PVB) préparé en dissolvant 79,1 mg de PVB et 50 mg de NaCl dans 1 ml de méthanol a été déposé sur l'électrode Ag/AgCl et séché pendant la nuit. L'électrode sélective au Na+ a été préparée comme suit : 0,6 µl de cocktail membranaire sélectif au Na+ préparé en dissolvant 1 mg d'ionophore X de Na, 0,55 mg de tétrakis[3,5-bis(trifluorométhyl)phényl]borate de sodium, 33 mg de chlorure de polyvinyle et 65,45 mg de sébacate de bis(2-éthylhexyle) dans 660 µl de tétrahydrofurane ont été coulés sur l'électrode de graphène et séchés. du jour au lendemain. Pour obtenir les performances de détection de Na + stables souhaitées pour des mesures continues à long terme, le capteur de Na + obtenu a été conditionné pendant une nuit dans du NaCl 100 mM.

Le processus de fabrication du réseau de capteurs LEG – MIP est illustré à la Fig. 6 supplémentaire. Toutes les couches MIP sont synthétisées par électropolymérisation. La solution de polymérisation a été préparée en dissolvant une matrice 5 mM (par exemple, AA cible), 12,5 mM APBA et 37,5 mM pyrrole dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 0,01 M (pH 6,5). Pour le capteur BCAA multi-MIP, 5 mM de chaque cible (c'est-à-dire Leu, Ile et Val) ont été utilisés. Avant le dépôt MIP, le LEG a été activé dans du H2SO4 0,5 M avec des balayages CV pour 60 segments (-1,2 à 1 V avec une vitesse de balayage de 500 mV s-1). Pour les capteurs LEG – MIP à détection directe, le polymère imprimé cible a été synthétisé électrochimiquement sur l'électrode LEG avec dépôt CV (0–1 V pendant dix cycles, 50 mV s−1) à l'aide de la solution de polymérisation préparée. Les molécules cibles ont été extraites en trempant l'électrode dans un mélange acide acétique/méthanol (7:3 v/v) pendant 1 h. Par la suite, l'électrode résultante a été immergée dans du PBS 0, 01 M (pH 6, 5) pour des balayages CV répétitifs (0, 4 à 1 V avec une vitesse de balayage de 50 mV s-1) jusqu'à l'obtention d'une réponse stable. Pour le polymère LEG non imprimé, l'électrode a été préparée selon la même procédure que LEG – MIP, sauf qu'aucune matrice n'a été ajoutée dans la solution de polymérisation.

Pour les capteurs MIP à détection indirecte, les RAR synthétisés électrochimiquement (par exemple, les PBNP ou AQCA) ont d'abord été modifiés sur l'électrode LEG. Le PBNP RAR sur le LEG a été préparé avec CV (20 cycles) (-0,2 à 0,6 V avec une vitesse de balayage de 50 mV s-1) dans une solution aqueuse contenant 3 mM FeCl3, 3 mM K3Fe(CN)6, 0,1 M HCl et 0,1 M KCl. Une couche PBNP avec un signal redox approprié est nécessaire pour produire une bonne sensibilité pour les capteurs MIP finaux ; pour obtenir ce signal redox stable et approprié, l'électrode LEG a été rincée à l'eau distillée après le dépôt initial de bleu de Prusse (PB), et l'étape d'électrodéposition PB a été répétée deux fois de plus jusqu'à ce qu'un pic stable de 70 µA LSV dans une solution de KCl 0,1 M soit atteint. Par la suite, le LEG – PB a été rincé avec de l'eau distillée et immergé dans une solution contenant 0, 1 M HCl et 0, 1 M KCl pour des scans CV répétitifs (-0, 2 à 0, 6 V avec une vitesse de scan de 50 mV s - 1) jusqu'à ce qu'une réponse stable soit obtenue. Pour préparer le RAR AQCA sur le LEG, l'électrode LEG a d'abord été incubée dans 50 µl de PBS (pH 6,5) avec 5 mM d'AQCA à 4 °C pendant la nuit. Par la suite, le LEG-AQCA a été rincé avec de l'eau distillée et immergé dans une solution de tampon phosphate pour des analyses CV répétitives (-0,8 à 0 V avec une vitesse d'analyse de 50 mV s-1) jusqu'à l'obtention d'une réponse stable. Pour les capteurs LEG – PB – MIP à détection indirecte, un processus d'activation PB supplémentaire a été effectué juste après l'extraction du modèle (scan IT à 1 V dans HCl 0, 5 M pendant 600 s), suivi d'un processus de stabilisation du capteur LEG – PB – MIP dans 0, 1 M KCl (scans CV à -0, 2 à 0, 6 V avec une vitesse de balayage de 50 mV s -1). Il convient de noter que, pour le capteur LEG – AQCA – MIP, seuls trois cycles CV de polymérisation ont été utilisés pour préparer la couche MIP, et le capteur a été stabilisé dans du PBS 0, 01 M (pH 6, 5) (scans CV à -0, 8 à 0 V avec une vitesse de balayage de 50 mV s -1).

La morphologie des matériaux a été caractérisée par microscopie électronique à balayage (Nova Nano SEM 450) et microscopie électronique à transmission (Talos S-FEG FEI, USA). Le spectre Raman des électrodes avec différentes modifications a été enregistré à l'aide d'un laser à 532,8 nm avec un inVia Reflex (Renishaw). Les spectres infrarouges à transformée de Fourier ont été mesurés par spectrométrie infrarouge (Nicolet 6700).

Un ensemble de capteurs électrochimiques a été caractérisé dans des solutions d'analytes cibles. Toutes les caractérisations de capteurs in vitro ont été réalisées via CHI 832D. La réponse du capteur de Na+ a été caractérisée par des mesures de potentiel en circuit ouvert dans les solutions contenant des niveaux variés de Na+. L'analyse DPV a été effectuée pour toutes les caractérisations du capteur LEG – MIP à détection directe dans du PBS 0, 01 M (pH 6, 5) ou dans de la sueur brute. Les conditions DPV étaient les suivantes : plage, 0,4–1 V ; potentiel incrémental, 0,01 V ; amplitude d'impulsion, 0,05 V ; largeur d'impulsion, 0,05 s; période d'impulsion, 0,5 s ; et sensibilité, 1 × 10−5 AV−1. Pour la détection indirecte in vitro des molécules cibles basée sur les capteurs LEG – PB – MIP, une analyse LSV (0, 4 – 0 V) a été réalisée dans du KCl 0, 1 M. Les conditions LSV étaient les suivantes : plage, 0,4–0 V ; vitesse de balayage, 0,005 V s−1 ; intervalle d'échantillonnage, 0,001 V ; temps de silence, 2 s ; et sensibilité, 1 × 10−4 AV−1. Pour la détection indirecte in vitro des molécules cibles basée sur les capteurs LEG – AQCA – MIP, une analyse DPV négative (0 à -0, 8 V) a été réalisée dans du PBS 0, 01 M. Les conditions négatives de DPV étaient les suivantes : 0 à -0,8 V ; potentiel incrémental, 0,01 V ; amplitude d'impulsion, 0,05 V ; largeur d'impulsion, 0,05 s; période d'impulsion, 0,5 s ; et sensibilité, 1 × 10−5 AV−1. Pour la mesure in situ de l'analyte de la sueur, les courbes de fond et de signal ont été enregistrées avant et après l'incubation ; le courant de signal a été obtenu comme la différence des amplitudes maximales entre le signal post-incubation et les courbes de courant de fond (Fig. 3b – d et Supplémentaire Fig. 29). La caractérisation du capteur de température a été réalisée sur une plaque chauffante en céramique (Thermo Fisher Scientific) (Fig. 28 supplémentaire). La réponse du capteur a été enregistrée à l'aide d'un analyseur de paramètres (Keithley 4200A-SCS) et comparée aux lectures d'un thermomètre infrarouge (LASERGRIP 800; Etekcity).

Pour évaluer les performances des différents substrats d'électrodes pour la détection AA basée sur MIP, LEG, une électrode de carbone imprimée, une électrode Au et une électrode de carbone vitreux ont été choisies. Les électrodes en carbone vitreux ont été achetées chez CH Instruments. Les électrodes de carbone imprimées ont été imprimées sur le substrat PI à l'aide d'une imprimante Dimatix Materials DMP-2850 (Fujifilm, Minato, Japon) avec une encre au carbone commerciale de NovaCentrix. Les électrodes Au ont été fabriquées par évaporation par faisceau d'électrons : 20 nm de Cr et 100 nm d'Au ont été déposés sur un substrat en PET prétraité au plasma O2. Les films MIP ont été préparés avec un dépôt CV (0–1 V pendant dix cycles, 50 mV s−1).

Le module microfluidique a été fabriqué à l'aide d'un découpeur laser CO2 de 50 W (Universal Laser System) (Fig. 1 supplémentaire). En bref, des couches d'adhésifs médicaux double face et simple face (3M) ont été modelées avec des canaux, des entrées, les contours du gel d'ionophorèse et des réservoirs. Pour toutes les couches microfluidiques, les contours du gel d'iontophorèse ont été modelés pour permettre le flux de courant à partir de la couche d'électrode PI supérieure. La couche inférieure, qui est la couche adhésive double face en contact avec la peau (couche d'accumulation), a été modelée avec un puits d'accumulation de sueur (3M 468MP, paramètres laser : puissance 60 %, vitesse 90 %, PPI 1 000). La deuxième couche (la couche d'entrée), en contact avec la couche d'accumulation, a été modelée avec les entrées multiples (PET de 12 µm d'épaisseur, paramètres laser : puissance 20 %, vitesse 100 %, PPI 1 000). La troisième couche (couche de canaux), en contact avec la couche d'entrées, a été modelée avec des canaux microfluidiques (Adhesives Research 93049, paramètres laser : puissance 45 %, vitesse 100 %, PPI 1 000). La quatrième couche (couche réservoir), prise en sandwich entre la couche de canal et la couche d'électrode PI, a été modelée avec le réservoir et la sortie (3M 468MP, paramètres laser : puissance 60 %, vitesse 90 %, PPI 1 000). Le réservoir est une ellipse avec un grand axe de 5,442 mm et un petit axe de 4,253 mm pour enfermer complètement la zone de détection active. L'épaisseur de la couche de canal est d'environ 0,1 mm (Adhesives Research 93049) et l'épaisseur de la couche de réservoir est de 0,13 mm (3M 468MP). La surface du réservoir est de 18,17 mm2, et ainsi le volume du réservoir peut être calculé comme la surface multipliée par l'épaisseur de la couche du réservoir (0,13 mm), qui totalise 2,36 µl.

Des hydrogels contenant l'agent muscarinique carbachol ont été préparés comme suit. En bref, pour le gel d'anode, de l'agarose (3 % p/p) a été ajouté dans de l'eau désionisée, puis chauffé à 250 °C sous agitation constante. Une fois que le mélange a été complètement bouilli et est devenu homogène sans grains d'agarose, le mélange a été refroidi à 165 °C et 1 % de carbachol a été ajouté au mélange ci-dessus. Par la suite, le mélange refroidi a été lentement versé dans des moules cylindriques préfabriqués ou dans un patch microfluidique assemblé et solidifié pendant 10 min à 4 ° C. Le gel de cathode a été préparé de manière similaire, sauf que du NaCl (1 % p/p) a été utilisé à la place du carbachol.

Le schéma fonctionnel du système électronique (Fig. 1g et Fig. 4 supplémentaire) représente à la fois le patch électronique portable et la montre intelligente qui peut (1) induire la transpiration par iontophorèse et (2) surveiller la transpiration par des méthodes électrochimiques. L'induction de la transpiration et les procédures de détection de la sueur sont initiées et contrôlées par le microcontrôleur (STM32L432KC, STMicroelectronics) lorsqu'il reçoit une commande utilisateur du module Bluetooth via une communication récepteur-émetteur asynchrone universelle (UART).

Le courant iontophorétique programmable est généré par une source de courant commandée en tension qui se compose d'un amplificateur différentiel à gain unitaire (AD8276, Analog Devices) et d'un transistor élévateur (BC846, ON Semiconductor). Le circuit est alimenté par la sortie d'un convertisseur élévateur (LMR64010) qui augmente la tension de la batterie de 3,7 V à 36 V. Le microcontrôleur contrôle le convertisseur numérique-analogique (DAC) (DAC8552, Texas Instruments) via une interface périphérique série pour régler la tension de commande de la source de courant. La sortie de la source de courant est vérifiée par un comparateur (TS391, STMicroelectronics) et le microcontrôleur est interrompu par sa broche d'entrée/sortie à usage général en cas de défaillance de la sortie. Le circuit de protection se compose d'un limiteur de courant (MMBF5457, ON Semiconductor) et de commutateurs analogiques (MAX4715, Maxim Integrated ; ADG5401, Analog Devices). L'entrée/sortie à usage général du microcontrôleur est également utilisée pour activer ou désactiver le circuit d'ionophorèse. Pour la conception optimisée, un courant de 100 µA (~ 2,6 µA mm−2) a été appliqué pour l'induction de la sueur par ionophorèse sur le corps à l'aide du patch microfluidique flexible.

Lorsqu'il est alimenté à 3,3 V, le système électronique consomme ~28 mA lors d'une mesure électrochimique active et ~61 mA lors d'une iontophorèse. Le microcontrôleur et le module Bluetooth consomment chacun ~12 mA ; l'interface du capteur consomme ~4 mA ; le convertisseur boost et le module d'iontophorèse consomment ~33 mA ; et le module d'affichage consomme ~8 mA supplémentaires lors du rafraîchissement de son écran.

Le circuit de détection de sueur peut effectuer une DPV simultanée à deux canaux, ainsi que des mesures potentiométriques et de température. Un circuit bipotentiostat est constitué d'un amplificateur de commande (AD8605) et de deux amplificateurs de transimpédance (AD8606). Une référence de tension série (ISL60002, Renesas Electronics) et un DAC (DAC8552, Texas Instruments) sont utilisés pour générer une polarisation de potentiel dynamique à travers les électrodes de référence et de travail. Un amplificateur d'instrumentation (INA333, Texas Instruments) est utilisé pour les mesures potentiométriques, et un diviseur de tension est utilisé pour le capteur de température résistif. Tous les signaux de tension analogiques sont acquis par les canaux du convertisseur analogique-numérique (ADC) intégré du microcontrôleur, traités puis transmis via Bluetooth à un appareil utilisateur.

L'application mobile personnalisée a été développée avec le framework Flutter multiplateforme. L'application mobile peut communiquer sans fil avec les appareils portables via Bluetooth pour envoyer des commandes et acquérir, traiter et visualiser les niveaux de biomarqueurs de la sueur. L'application établit une connexion Bluetooth sécurisée avec le capteur portable. La page d'accueil trace les niveaux historiques de biomarqueurs de l'utilisateur et met en évidence les concentrations d'analytes les plus récemment mesurées. Lorsqu'une mesure de biomarqueur de la sueur est demandée, l'utilisateur peut basculer vers la page de mesure qui trace les voltammogrammes des capteurs de sueur en temps réel. Après la mesure voltammétrique, l'application extrait les courants de crête des voltammogrammes à l'aide d'un algorithme de correction de ligne de base personnalisé, puis convertit les courants de crête en concentrations de biomarqueurs correspondantes. Ces données de mesure sont ajoutées à la liste des niveaux d'analyte historiques sur la page d'accueil.

Les analyses de temps de rafraîchissement ont été réalisées à l'aide de simulations numériques (COMSOL). Des modèles tridimensionnels de différentes conceptions microfluidiques avec les mêmes dimensions que l'appareil réel ont été créés dans Rhinoceros et importés dans COMSOL Multiphysics. Le processus de transport de masse a été simulé en résolvant numériquement l'équation de Stokes pour un écoulement incompressible couplé à l'équation de convection-diffusion (Note complémentaire 3).

La validation et l'évaluation du capteur de sueur ont été effectuées sur des sujets humains conformément à toutes les réglementations éthiques en vertu des protocoles (ID 19-0892 et 21-1079) qui ont été approuvés par le comité d'examen institutionnel du California Institute of Technology. Les sujets participants (âgés de plus de 18 ans) ont été recrutés sur le campus du California Institute of Technology et dans les communautés voisines par voie d'annonce. Tous les sujets ont donné leur consentement éclairé écrit avant leur participation à l'étude. Pour l'évaluation du capteur portable, des sujets sains avec un indice de masse corporelle (IMC) de 18,5 à 24,9 kg m-2 avec une glycémie à jeun <100 mg dl-1 ont été recrutés. Pour l'étude BCAA, les critères d'inclusion comprennent : le groupe I, les individus de poids normal qui ont un IMC de 18,5 à 24,9 kg m−2 avec une glycémie à jeun < 100 mg dl−1 (en bonne santé) ; groupe II, personnes en surpoids/obésité ayant un IMC de 25 à 35 kg m−2 et une glycémie à jeun < 6 mg dl−1 (surpoids/obésité) ; groupe III, individus obèses ayant un IMC de 25–35 kg m−2 et une glycémie à jeun ≥126 mg dl−1 (obésité et DT2). Des échantillons de sérum COVID-19 positifs et COVID-19 négatifs ont été achetés auprès de RayBiotech.

L'analyse GC–MS des AA dans les échantillons de sueur et de sérum a été réalisée à l'aide du kit EZ:Faast de Phenomenex, qui permet la préparation des échantillons, la dérivatisation et l'analyse GC–MS des AA libres. Un Varian Saturn 2000 a été utilisé pour les analyses GC-MS. Un microlitre de solution d'échantillon préparée a été injecté pour GC dans du gaz porteur d'hélium à un débit constant de 1,0 ml min-1 avec une pression pulsée de 20 livres par pouce carré pendant 0,2 min, avec le four programmé de 110 °C à 320 °C à 32 °C min-1. La chromatographie de masse a été réglée avec la source à 240 °C, le quad à 180 °C et l'auxiliaire à 310 °C avec une plage de balayage de 45 à 450 m/z à une fréquence d'échantillonnage de 3,5 balayages s-1. Une surveillance ionique sélectionnée a été utilisée, qui enregistre le courant ionique à des masses sélectionnées qui sont caractéristiques de certains AA dans un temps de rétention prévu49. Par exemple, après la dérivatisation du kit EZ:Faast, Trp a une masse caractéristique à 130 avec un temps de rétention d'environ 5,1 min, et la hauteur du pic est enregistrée pour les mesures de Trp au numéro d'ion 130 et à 5,1 min du spectre de données brutes. L'étalon interne (IS ; norvaline) a été ajouté au cours du processus de dérivatisation de l'échantillon pour tenir compte de l'augmentation potentielle induite par l'évaporation dans la détection des pics ; la hauteur du pic de norvaline IS est enregistrée à son numéro d'ion 158 à 1,65 min (Fig. 26 supplémentaire). La hauteur du pic Trp enregistrée à partir du spectre des données brutes a été calibrée par rapport à l'IS dans le même cycle : hauteur du pic Trp normalisée = hauteur du pic Trp/hauteur du pic IS. Avec des hauteurs de pic normalisées de différents niveaux de normes Trp, des parcelles d'étalonnage ont été construites. Pour les autres échantillons, la hauteur de pic normalisée de Trp a été utilisée pour calculer la concentration.

Pour valider le système de capteurs portables, nous avons effectué des exercices de cyclisme à charge constante sur des sujets sains. Les sujets se sont présentés au laboratoire après avoir jeûné pendant la nuit et ont reçu une boisson protéinée standardisée (Fairlife, Core Power Elite). Le front et le cou des sujets ont été nettoyés avec des tampons imbibés d'alcool et de la gaze avant que les patchs du capteur ne soient placés sur le corps. Un vélo d'exercice stationnaire (Kettler Axos Cycle M-LA) a été utilisé pour les essais de cyclisme. Les sujets ont pédalé à 60 tr/min pendant 60 min ou jusqu'à fatigue. Au cours de l'essai sur le corps, les données des patchs du capteur ont été envoyées sans fil à l'interface utilisateur via Bluetooth. Lorsque les sujets ont commencé à faire du vélo, le système de capteurs a acquis et transmis en continu les données des capteurs de température et de sodium. Chaque minute, le système électronique initie une polarisation de tension transitoire entre les électrodes de référence et de travail. Lorsque la polarisation déclenchait un courant au-dessus d'un seuil déterminé expérimentalement, le système démarrait un cycle de nettoyage CV, puis le premier balayage DPV comme arrière-plan initial sans incubation cible. Le balayage DPV a été répété 7 min plus tard comme courbe de post-incubation. Entre les deux balayages, les données des capteurs de sodium et de température ont été enregistrées en continu. Juste après le DPV post-incubation, un autre cycle a commencé avec une étape de nettoyage/régénération informatique, suivie d'un premier balayage DPV en arrière-plan. Les données de température, de sodium et de DPV collectées ont été transmises sans fil à un appareil utilisateur via Bluetooth en temps réel, où les données moléculaires ont été extraites, calibrées et converties en niveaux de concentration. Des échantillons de sueur ont été prélevés périodiquement sur les sujets au cours des études à l'aide de tubes à centrifuger. Les échantillons de sueur ont ensuite été congelés à -20 ° C pour des tests supplémentaires et une validation via un test électrochimique avec les biocapteurs et une analyse GC – MS.

Les sujets se sont présentés au laboratoire après avoir jeûné pendant la nuit. Les bras des sujets ont été nettoyés avec des tampons imbibés d'alcool et de la gaze avant que les patchs du capteur ne soient placés sur le corps. Les sujets ont reçu un supplément de Tyr et de Trp (1 g chacun) pour l'étude d'admission. En revanche, l'étude témoin a été réalisée sur les sujets sans aucun apport supplémentaire. Une ionophorèse de cinq minutes a été appliquée sur les sujets. Le processus d'enregistrement des données du capteur était le même que dans les essais humains basés sur l'exercice.

Pour les études BCAA, il a été demandé aux sujets de consommer 5 g de BCAA (2:1:1 Leu:Ile:Val) ou un en-cas standardisé comprenant une boisson protéinée (Fairlife, Core Power Elite) et une barre énergétique CLIF. Une séance d'iontophorèse a été mise en place avec des gels de carbachol pour l'induction de la sudation. Pendant toute la période d'étude, la sueur du sujet a été échantillonnée périodiquement et analysée par le patch capteur. Le taux de glucose sanguin a été enregistré toutes les 15 minutes avec un lecteur de glycémie Care Touch du commerce. Des échantillons de sang capillaire frais ont été prélevés à l'aide d'une approche par piqûre au doigt au cours des études sur l'homme. Après avoir nettoyé le bout du doigt avec une lingette imbibée d'alcool et l'avoir laissé sécher à l'air, la peau a été perforée avec un autopiqueur CareTouch. Les échantillons ont été prélevés avec des tubes à centrifuger après avoir essuyé la première goutte de sang avec de la gaze. Une fois la procédure de coagulation standardisée de 90 minutes terminée, le sérum a été séparé par centrifugation à 6 000 tr / min pendant 15 minutes et stocké instantanément à -20 ° C pour analyse avec GC – MS, les capteurs LEG – MIP et le dosage personnalisé de l'insuline.

Pour l'étude de provocation par le régime BCAA, les échantillons de sérum collectés ont été analysés à l'aide d'un immunodosage personnalisé en sandwich à l'insuline. Les MB ont été modifiés sur la base d'une publication précédente50. En bref, 3 µl de MB ont été activés avec 50 mg ml-1 d'EDC/sulfo-NHS dans du tampon MES (25 mM, pH 5) pendant 35 min, suivis d'une immobilisation d'anticorps de capture (25 µg ml-1 dans du tampon MES) pendant 15 min. Après désactivation avec de l'éthanolamine 1 M dans un tampon phosphate (0, 1 M, pH 8), les MB ont été incubés dans des standards de 25 μl préparés dans du BSA à 1% ou des échantillons de sérum dilués cinq fois dans du BSA à 1% pendant 15 min. De là, les perles ont été rincées avec 1 % de BSA deux fois après chaque étape de liaison. Ensuite, les MB ont été incubés dans 25 μl d'anticorps détecteur de biotine (1, 0 μg ml-1) dans 1% de BSA pendant 30 min suivis de 15 min dans un conjugué streptavidine-peroxydase (2 500 ×) préparé dans 1% de BSA. La détection ampérométrique a été réalisée en appliquant un potentiel constant de -0, 2 V aux MB remis en suspension dans 45 μl d'hydroquinone 1 mM et 5 μl de H2O2 5 mM ont été pipetés sur les électrodes de carbone sérigraphiées lorsque le courant de fond s'est stabilisé.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports de recherche sur la nature lié à cet article.

Les principales données à l'appui des résultats de cette étude sont disponibles dans le document et ses informations supplémentaires. Données sources pour les Fig. 4 et 5 et pour les Figs supplémentaires. 36 et 39–41 sont fournis avec cet article. Tous les ensembles de données brutes et analysées générées au cours de l'étude sont disponibles sur demande auprès de l'auteur correspondant. Les données sources sont fournies avec ce document.

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Ce projet a été soutenu par les National Institutes of Health Grant R01HL155815, Office of Naval Research Grants N00014-21-1-2483 and N00014-21-1-2845, the Translational Research Institute for Space Health through NASA NNX16AO69A, NASA Cooperative Agreement 80NSSC20M0167, High Impact Pilot Research Award T31IP1666 and grant R01RG3746 from le programme de recherche sur les maladies liées au tabac, la subvention pilote Caltech-City of Hope Biomedical Initiative et le programme Rothenberg Innovation Initiative du California Institute of Technology. JT a été soutenu par la National Science Scholarship (NSS) de l'Agence de la science, de la technologie et de la recherche (A * STAR) de Singapour. Nous reconnaissons avec gratitude le soutien et l'infrastructure essentiels fournis pour ce travail par le Kavli Nanoscience Institute de Caltech. Ce projet a bénéficié de l'utilisation de l'instrumentation mise à disposition par le Caltech Environmental Analysis Center, et nous remercions N. Dalleska pour son soutien sur GC-MS. Nous remercions également Z. Wang pour sa contribution au développement d'applications mobiles, RM Torrente-Rodríguez pour l'optimisation du dosage de l'insuline et S. Bao pour ses précieuses contributions.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Minqiang Wang, Yiran Yang, Jihong Min.

Andrew et Peggy Cherng Département de génie médical, Division de l'ingénierie et des sciences appliquées, California Institute of Technology, Pasadena, Californie, États-Unis

Minqiang Wang, Yiran Yang, Jihong Min, Yu Song, Jiaobing Tu, Cui Ye, Changhao Xu et Wei Gao

Département de physique appliquée et de science des matériaux, Division de l'ingénierie et des sciences appliquées, California Institute of Technology, Pasadena, Californie, États-Unis

Daniel Mukasa

Département de génie électrique, Division de l'ingénierie et des sciences appliquées, California Institute of Technology, Pasadena, Californie, États-Unis

Nicole Heflin

Département des sciences translationnelles des hémopathies malignes, Institut de recherche Beckman à City of Hope, Duarte, Californie, États-Unis

Jeannine S. McCune

Division de cardiologie, École de médecine David Geffen, Université de Californie, Los Angeles, Californie, États-Unis

Tzung K. Hsiai

Division de nutrition clinique, École de médecine David Geffen, Université de Californie, Los Angeles, Californie, États-Unis

Zhaoping Li

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WG, MW, YY et JM ont lancé le concept et conçu les études ; WG a supervisé les travaux ; MW, YY et JM ont dirigé les expériences et collecté les données globales ; YS, JT, DM, CY et CX ont contribué à la caractérisation des capteurs, à la validation et à l'analyse des échantillons ; NH a contribué au traitement du signal et au développement de l'application. JSM, TKH et ZL ont contribué à la conception des études humaines. WG, MW, YY et JM ont co-écrit le document. Tous les auteurs ont contribué à l'analyse des données et ont fourni des commentaires sur le manuscrit.

Correspondance à Wei Gao.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Biomedical Engineering remercie les évaluateurs anonymes pour leur contribution à l'évaluation par les pairs de ce travail.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

Notes, figures, tableaux et références supplémentaires.

Démonstration sur le corps avec le patch de détection conçu et l'application.

Simulation et validation du rafraîchissement microfluidique de la sueur.

Échantillonnage de sueur microfluidique induit par iontophorèse au repos.

Données sources pour les Fig. 4 et 5 et Figs supplémentaires. 36 et 39–41.

Springer Nature ou son concédant détient les droits exclusifs sur cet article en vertu d'un accord de publication avec l'auteur ou les autres titulaires de droits ; l'auto-archivage par l'auteur de la version manuscrite acceptée de cet article est uniquement régi par les termes de cet accord de publication et la loi applicable.

Réimpressions et autorisations

Wang, M., Yang, Y., Min, J. et al. Un biocapteur électrochimique portable pour la surveillance des métabolites et des nutriments. Nat. Biomédical. Eng 6, 1225-1235 (2022). https://doi.org/10.1038/s41551-022-00916-z

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Reçu : 07 juin 2021

Accepté : 19 juin 2022

Publié: 15 août 2022

Date d'émission : novembre 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41551-022-00916-z

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